Dako EnVision+ System-HRP (DAB) For Use With Mouse

Dako
EnVision+ System-HRP (DAB)
For Use With Mouse Primary Antibodies
Codice K4006 15 mL
Codice K4007 110 mL
Uso previsto
Per uso diagnostico in vitro.
Queste istruzioni sono valide per il sistema Dako EnVision®+ System, Peroxidase-HRP.
Questo kit è destinato all’uso con anticorpi primari di topo forniti dall’operatore per l’identificazione qualitativa
di antigeni mediante microscopio ottico in tessuti normali e patologici inclusi in paraffina, in tessuti al criostato o
in preparazioni cellulari. Possono essere utilizzati tessuti processati con una serie di fissativi, compresi etanolo,
B-5, fissativo di Bouin, zinco formalina e formalina tamponata a pH neutro.
Sommario
e spiegazione
Il sistema Dako EnVision+ System, HRP è una tecnica di colorazione IHC a due fasi. Questo sistema è basato
su un polimero marcato con HRP, coniugato agli anticorpi secondari. Il polimero marcato non contiene avidina
o biotina. Quindi la colorazione aspecifica dovuta all’attività avidina-biotina endogena è eliminata o
significativamente ridotta nei tessuti epatici, renali, linfoidi e nelle sezioni al criostato. Tutti i reagenti del
sistema Dako EnVision+ System, HRP, tranne il Liquid DAB+ Substrate-Chromogen, sono pronti per l’uso.
Questo sistema è un metodo estremamente sensibile e le diluizioni ottimali dell’anticorpo primario sono fino a
20 volte superiori di quelle utilizzate nella tecnica PAP (perossidasi anti-perossidasi) tradizionale e diverse
volte maggiori di quelle utilizzate nei metodi ABC o LSAB tradizionali. Questo protocollo offre un sistema di
intensificazione del segnale per la rilevazione degli antigeni presenti a basse concentrazioni o per gli anticorpi
primari a titolo basso. Gli anticorpi primari prodotti da topo reagiscono bene con il polimero marcato.
L’interpretazione di qualsiasi colorazione positiva o della sua assenza deve essere accompagnata da studi
morfologici e istologici con i controlli opportuni.
Principi della
procedura
Qualsiasi attività perossidasica endogena è eliminata incubando il campione con il reagente di blocco della
perossidasi per 5 minuti. Il campione è poi incubato con l’anticorpo primario opportunamente caratterizzato e
diluito e in seguito con il polimero marcato mediante 2 incubazioni consecutive di 30 minuti. Si deve notare
che per gli anticorpi che necessitano di digestione enzimatica o smascheramento del bersaglio, può
essere necessario aumentare i tempi di incubazione dell’anticorpo primario e del polimero marcato da
5 a 10 minuti. La colorazione è completata con un’incubazione di 5–10 minuti con il substrato-cromogeno 3,3'diaminobenzidina (DAB)+ che determina un precipitato marrone a livello del sito dell’antigene. (DAB è un
potenziale cancerogeno, vedere la sezione Precauzioni.)
Reagenti forniti
Codice K4006
nel kit sono inclusi i seguenti materiali, sufficienti per 150 sezioni di tessuto, in base a un utilizzo di 100 µL
per sezione:
Quantità
1x15 mL
Descrizione
Peroxidase Block
Perossido di idrogeno 0,03% con sodio azide.
1x15 mL
Labelled Polymer
Polimero marcato con perossidasi, coniugato all’anticorpo di capra anti-immunoglobuline
murine in tampone Tris-HCl, contenente stabilizzatore proteico e un agente antimicrobico.
1x18 mL
Substrate Buffer
Soluzione tampone del substrato a pH 7,5 con perossido di idrogeno e un conservante.
1x1 mL
DAB+ Chromogen
Soluzione del cromogeno 3,3'-diaminobenzidina.
(127917-001)
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Codice K4007
nel kit sono inclusi i seguenti materiali, sufficienti per 1100 sezioni di tessuto, in base a un utilizzo di 100 µL
per sezione:
Quantità
1x110 mL
Descrizione
Peroxidase Block
Perossido di idrogeno 0,03% con sodio azide.
1x110 mL
Labelled Polymer
Polimero marcato con perossidasi, coniugato all’anticorpo di capra anti-immunoglobuline
murine in tampone Tris-HCl, contenente stabilizzatore proteico e un agente antimicrobico.
1x2 mL
Substrate Buffer
Soluzione tampone del substrato a pH 7,5 con perossido di idrogeno e un conservante.
1x5 mL
DAB+ Chromogen
Soluzione del cromogeno 3,3'-diaminobenzidina.
Accessori
1
Provetta del test calibrata
1
Pipetta Pasteur in plastica
Materiali necessari,
ma non forniti
Salviettine assorbenti
Controllo di tessuto, negativo e positivo
Colorante di contrasto a base acquosa, quale l’ematossilina di Mayer o il Lillie’s Modified Mayer’s Hematoxylin
(codice S3309)
Vetrini coprioggetto
Acqua distillata
Etanolo, assoluto e al 95%
Microscopio ottico (20x–800x)
Mezzi di montaggio, quale Glycergel Mounting Medium (codice C0563) o Faramount, Aqueous Mounting
Medium, Ready-to-use (codice S 3025) oppure mezzo di montaggio permanente non acquoso, Ultramount
(codice S1964)
Anticorpi primari o reagente di controllo negativo
Vetrini, rivestiti in poli-L-lisina o Silanized Slides (codice S3003)
Vaschette o bagni per la colorazione
Cronometro (in grado di misurare intervalli di 3–40 minuti)
Flaconi di lavaggio
Soluzione del tampone di lavaggio
Xilene, toluene o derivati dello xilene
Materiali opzionali necessari, ma non forniti
Idrossido di azoto, 15 mol/L diluito a 0,037 mol/L
PAP Pen (codice S2002)
Precauzioni
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1. Per operatori specializzati.
2. Il prodotto contiene azide sodica (NaN3), una sostanza chimica altamente tossica in forma pura. Alle
concentrazioni del prodotto, anche se non sono classificate come pericolose, gli accumuli di azide sodica
possono reagire con le tubature in piombo e in rame formando azidi metalliche altamente esplosive. Per lo
smaltimento del prodotto, è consigliabile sciacquare abbondantemente con acqua per evitare l’accumulo di
azidi metalliche nelle tubature.1,2
3. Non utilizzare i reagenti dopo la data di scadenza prevista per i metodi di conservazione consigliati. Se i
reagenti sono conservati in condizioni diverse da quelle specificate nel foglio illustrativo, l’operatore deve
verificarne le condizioni.
4. Non sostituire i reagenti con quelli di altri lotti o di kit di produttori diversi.
5. Gli enzimi e il substrato-cromogeni possono essere alterati, se esposti a eccessivi livelli di luce. Non
conservare i componenti del kit né procedere alla colorazione in condizioni di luce intensa, come la luce
solare diretta.
6. Tempi o temperature di incubazione diverse da quelle specificate possono dare risultati erronei, qualsiasi
cambiamento di questo tipo deve essere convalidato dall’operatore.
7. Utilizzare le procedure di manipolazione indicate per i prodotti derivati da fonti biologiche.
8. Indossare dispositivi di protezione individuale idonei per evitare il contatto con gli occhi e con la pelle.
9. La soluzione inutilizzata deve essere smaltita in conformità alle norme locali, statali e federali.
10. Schede di sicurezza sono disponibili su richiesta degli operatori specializzati.
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Pericolo
DAB+ Chromogen: 1-5% biphenyl-3,3',4,4'-tetrayltetraammonium tetrachloride
H350
Può provocare il cancro.
H341
Sospettato di provocare alterazioni genetiche.
P201
Procurarsi istruzioni specifiche prima dell’uso.
P202
Non manipolare prima di avere letto e compreso tutte le avvertenze.
P281
Utilizzare il dispositivo di protezione individuale richiesto.
P308 + P313
IN CASO di esposizione o di possibile esposizione: Richiedere assistenza medica.
P405
Conservare sotto chiave.
P501
Smaltire il prodotto e il recipiente in conformità a tutte le normative locali, regionali,
nazionali e internazionali.
Conservazione
I reagenti del sistema Dako EnVision+ System, HRP devono essere conservati a 2–8°C. Non congelare. No n
usare dopo la data di scadenza indicata sulle fiale dei reagenti e sull’etichetta del kit.
L’alterazione dell’aspetto di qualsiasi reagente, come la precipitazione, può indicare instabilità o
deterioramento. In tali casi non utilizzare il(i) reagente(i).
Non esistono segni evidenti che indichino l’instabilità di questi prodotti. Per questo motivo è necessario testare
i controlli positivi e negativi con ogni campione del paziente. Se si dovesse osservare una colorazione inattesa
non attribuibile a modifiche delle procedure di laboratorio e si sospetta un problema relativo al kit, contattare il
Servizio tecnico Dako.
Preparazione del
reagente
È opportuno preparare i seguenti reagenti prima della colorazione:
Soluzione del tampone di lavaggio
Il TBST 0,05 mol/L Tris Buffered Saline with Tween (codice S3006) è il tampone di lavaggio raccomandato per
la rilevazione IHC manuale e automatizzata. Anche le soluzioni di lavaggio TBS 0,05 mol/L Tris Buffered Saline
(codice S1968) e PBS 0,02 mol/L Phosphate Buffered Saline (codice S3024) sono adatte per la colorazione
manuale. Si sconsiglia l’utilizzo delle soluzioni del tampone di lavaggio che contengono azide sodica. L’azide
sodica inattiva la perossidasi di rafano (HRP) determinando una colorazione negativa. Conservare il tampone
inutilizzato a 2–8°C. Eliminare il tampone in caso appaia torbido.
Per sciacquare il reagente di blocco della perossidasi, il substrato e il colorante di contrasto si può utilizzare
l’acqua distillata.
Anticorpo primario
Gli anticorpi concentrati sono disponibili presso Dako; comunque le diluizioni ottimali devono essere
determinate sperimentalmente dall’operatore. A causa dell’elevata sensibilità del sistema Dako EnVision+
System, HRP, le diluizioni dell’anticorpo primario possono essere 5–20 volte superiori a quelle utilizzate nei
metodi IHC tradizionali. Le diluizioni devono essere preparate utilizzando il tampone Tris-HCl 0,05 mol/L pH
7,2–7,6 con albumina di siero bovino 1% (Antibody Diluent codice S0809). Per la maggioranza degli anticorpi
primari utilizzati con questo kit, è sufficiente un tempo di incubazione di 30 minuti.
Gli anticorpi NP-Series “Plus” ready-to-use sono ottimizzati e consigliati per l’uso con i sistemi di rilevazione ad
alta sensibilità Dako “Plus”. Presso Dako sono disponibili anche gli anticorpi concentrati. L’ottimizzazione degli
anticorpi concentrati deve essere eseguita dall’operatore finale. Le diluizioni devono essere preparate
utilizzando l’Antibody Diluent (codice S0809) o un diluente contenente il tampone Tris-HCl 0,05 mol/L con
albumina di siero bovino 1% (BSA). Gli anticorpi NP-Series ready-to-use non sono ottimizzati per l’uso con i
sistemi di rilevazione ad alta sensibilità Dako “Plus”.
Reagente di controllo negativo
Idealmente un reagente di controllo negativo contiene un anticorpo che non esibisce reattività specifica contro i
tessuti umani o siero normale/non immune nella stessa matrice/soluzione dell’anticorpo primario diluito. Il
reagente di controllo negativo deve essere della stessa specie animale e sottoclasse dell’anticorpo primario,
diluito alla sua stessa concentrazione immunoglobulinica o proteica nello stesso diluente. Il periodo di
incubazione per il reagente di controllo negativo deve corrispondere a quello dell’anticorpo primario.
Quando si utilizzano gli anticorpi Dako NP-Series “Plus” ready-to-use si consiglia di usare come controllo
negativo l’Universal Negative Control(s)+. Questi controlli sono ottimizzati per l’uso con gli anticorpi NP-Series
“Plus” ready-to-use sia anti-topo (codice NP015) sia anti-coniglio (codice NP001).
Per ulteriori informazioni riguardanti la preparazione del reagente di controllo negativo, fare riferimento alla
sezione Controllo di qualità.
Soluzione substrato-cromogeno
Il protocollo seguente per la preparazione di 1 mL di soluzione substrato-cromogeno è sufficiente per 10
sezioni di tessuto o 5 strisci cellulari.
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FASE 1
In base al numero di vetrini da colorare, trasferire il numero sufficiente di aliquote da 1 mL di
tampone (substrato tamponato) nella provetta del test calibrata fornita.
FASE 2
Aggiungere una goccia (circa 20 µL) (cromogeno liquido DAB+) a ogni 1 mL di tampone.
Miscelare immediatamente e applicare sulle sezioni tissutali con una pipetta Pasteur fornita.
Questa soluzione substrato-cromogeno è stabile per circa 5 giorni, se conservata a 2–8°C.
La soluzione deve essere agitata bene prima dell’uso. Un eventuale precipitato presente nella soluzione non
altera la qualità della colorazione.
Sciacquare abbondantemente la provetta del test e la pipetta dopo ogni uso.
I 18 mL di tampone del substrato forniti con il prodotto K4006 forniscono il volume adeguato per 150 test. Può
rimanere un eccesso di volume. I 120 mL di tampone del substrato forniti con il prodotto K4007 forniscono il
volume adeguato per 1100 test. Può rimanere un eccesso di volume.
Colorante di contrasto
Il prodotto finale colorato della reazione di colorazione è una sostanza alcolica insolubile e può essere
utilizzato con coloranti di contrasto a base alcolica o acquosa, quale l’ematossilina di Mayer o il Lillie’s Modified
Mayer’s Hematoxylin (codice S3309). Dopo la colorazione di contrasto con ematossilina e un abbondante
risciacquo in acqua distillata, immergere i vetrini con i tessuti in un bagno di ammoniaca 0,037 mol/L o di agenti
che tingono di blu simili. La soluzione ammoniacale (0,037 mol/L) viene preparata mescolando 2,5 mL di
idrossido di ammonio 15 mol/L (concentrato) con 1 l di acqua.
La soluzione ammoniacale inutilizzata a 0,037 mol/L può essere conservata a temperatura ambiente
(20–25°C) in un flacone ben chiuso per 12 mesi.
Per procedure di colorazione alternative, consultare le linee guida dei produttori.
Mezzo di montaggio
Per il montaggio a base acquosa, si raccomanda l’uso di Glycergel Mounting Medium (codice C 0563) oppure
di Faramount Aqueous Mounting Medium, Ready-to-use (codice S 3025). Glycergel deve essere riscaldato
almeno a 50°C prima dell’uso. Si può utilizzare anc he il mezzo di montaggio permanente non acquoso
(Ultramount, codice S1964).
Preparazione del
campione
Fare riferimento a “Istruzioni generali per la colorazione immunoistochimica” e/o alle Schede delle specifiche
tecniche degli anticorpi.
Prima della colorazione IHC, fissare e processare i tessuti. La fissazione evita l’autolisi e la decomposizione
dei tessuti rimossi, preserva l’antigenicità, accresce l’indice di rifrazione dei componenti tissutali e aumenta la
resistenza degli elementi cellulari al processamento del tessuto stesso. Il processamento tissutale include la
disidratazione, l’eliminazione degli agenti essiccanti, l’infiltrazione dei mezzi di inclusione, l’inclusione e la
sezione dei tessuti. I fissativi più comuni per le preparazioni tissutali per l’IHC sono descritti nelle istruzioni
generali. Queste sono solo delle linee guida; spetta all’operatore determinare e verificare le procedure migliori.
Procedura di
colorazione
Note sulla procedura
Prima dell’uso, l’operatore deve leggere attentamente le seguenti istruzioni per familiarizzare con tutti i
componenti del kit.
I reagenti e le istruzioni fornite in questo kit sono state studiate per dare risultati ottimali. L’ulteriore diluizione
dei reagenti del kit o la modifica dei tempi e delle temperature di incubazione possono portare a risultati errati.
Tutti i reagenti devono essere equilibrati a temperatura ambiente (20–25°C) prima dell’immunocolorazio ne.
Preferibilmente, tutte le fasi di incubazione dovrebbero essere eseguite a temperatura ambiente.
Non lasciare andare a secchezza le sezioni tissutali durante la procedura di colorazione. Le sezioni tissutali
essiccate possono aumentare il fenomeno di colorazione aspecifica. Coprire i vetrini esposti a correnti d’aria. In
caso di incubazioni prolungate, porre i tessuti in un ambiente umido.
È possibile aumentare ulteriormente la sensibilità del sistema Dako EnVision+ System, HRP,
allungando i tempi di incubazione alle fasi 2 e 3 di 5–10 minuti.
Protocollo di colorazione
FASE 1 REAGENTE DI BLOCCO DELLA PEROSSIDASI
Eliminare picchiettando il tampone in eccesso. Se si usa la carta bibula (come la carta di tessuto
assorbente), asciugare accuratamente attorno al campione per rimuovere ogni eccesso di liquido e
mantenere i reagenti all’interno dell’area adibita.
Applicare una quantità di perossido di idrogeno sufficiente per coprire il campione.
Incubare per 5 (±1) minuti.
Sciacquare delicatamente con acqua distillata o soluzione tampone di un flacone di lavaggio (fare
attenzione a non dirigere il flusso direttamente sul tessuto) e porre in un bagno tamponato fresco.
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FASE 2 ANTICORPO PRIMARIO O REAGENTE DI CONTROLLO NEGATIVO
Eliminare picchiettando il tampone in eccesso e asciugare i vetrini, come descritto precedentemente.
Applicare una quantità di anticorpo primario adeguatamente diluito o di reagente di controllo
negativo sufficiente per coprire il campione.
Incubare per 30 (±1) minuti.
Sciacquare delicatamente con soluzione tampone di un flacone di lavaggio (fare attenzione a non
dirigere il flusso direttamente sul tessuto) e porre in un bagno tamponato fresco.
Se la procedura di colorazione deve essere interrotta, i vetrini possono essere mantenuti in un bagno
tamponato dopo l’incubazione con l’anticorpo primario (fase 2) sino a un’ora a temperatura ambiente
(20–25°C), senza alterare il risultato della colora zione.
Controllo di qualità
FASE 3
POLIMERO MARCATO CON PEROSSIDASI
Eliminare picchiettando il tampone in eccesso e asciugare i vetrini, come descritto
precedentemente.
Applicare una quantità di Labelled Polymer sufficiente per coprire il campione.
Incubare per 30 (±1) minuti.
Sciacquare i vetrini, come nella fase 2.
FASE 4
SUBSTRATO-CROMOGENO
Asciugare i vetrini, come descritto precedentemente.
Applicare una quantità di soluzione di substrato-cromogeno DAB+ preparata, sufficiente per coprire
il campione (vedere la sezione Preparazione del reagente).
Incubare per 5–10 minuti.
Sciacquare delicatamente con acqua distillata da un flacone di lavaggio (fare attenzione a non
dirigere il flusso direttamente sul tessuto). Raccogliere la soluzione substrato-cromogeno da
eliminare in un contenitore per materiali pericolosi e smaltire in modo corretto.
FASE 5
COLORANTE DI CONTRASTO EMATOSSILINA (opzionale)
Immergere i vetrini in un bagno di hematoxylin (codice S3309). La lunghezza dell’incubazione
dipende dalla forza dell’ematossilina utilizzata.
Sciacquare delicatamente in un bagno di acqua distillata.
Immergere i vetrini 10 volte in un bagno di soluzione ammoniacale 0,037 mol/L o agenti che tingono
di blu simili.
Sciacquare delicatamente in un bagno ad acqua distillata o deionizzata per 2–5 minuti.
FASE 6
MONTAGGIO
I campioni possono essere montati e coperti con vetrini corpioggetto con un mezzo di montaggio a
base acquosa, quale Glycergel Mounting Medium (codice C0563) o Faramount (codice S3025)
oppure mezzi di montaggio permanenti non acquosi, Ultramount (codice S1964). I vetrini possono
essere anche disidratati e montati in modo permanente.
Eventuali modifiche al trattamento dei tessuti e alle procedure tecniche nel singolo laboratorio possono
causare variazioni significative nei risultati, rendendo necessaria una performance regolare dei controlli interni
in aggiunta alle procedure descritte. Per ulteriori informazioni consultare le linee guida del controllo di qualità
del programma College of American Pathologists (CAP) Certification per immunoistochimica e i riferimenti
bibliografici 3–5. Fare riferimento alla scheda delle specifiche tecniche di ogni anticorpo primario utilizzato per i
dettagli relativi alla sensibilità e all’immunoreattività.
Per ulteriori informazioni sui controlli positivo e negativo fare riferimento a “Istruzioni generali per la colorazione
immunoistochimica”.
Interpretazione della
colorazione
Fare riferimento a “Istruzioni generali per la colorazione immunoistochimica” per le linee guida relative
all’interpretazione della colorazione.
Limitazioni
La colorazione del tessuto è dipendente dalla corretta manipolazione e dal processamento del tessuto prima
della colorazione. La fissazione incorretta, il congelamento, lo scongelamento, il lavaggio, la disidratazione, il
riscaldamento, la sezione o la contaminazione con altri tessuti o fluidi possono produrre artefatti, bloccare
l’anticorpo o portare a risultati falsi negativi.
L’uso di fissativi non tamponati, vecchi o l’esposizione dei tessuti a calore eccessivo (superiore a 60°C)
durante il processamento può determinare una riduzione dell’intensità della colorazione.
L’attività della perossidasi o della pseudo perossidasi endogena può essere osservata in emoproteine, quali
emoglobina, mioglobina, citocromo e catalasi, come anche negli eosinofili.6,7 Questa attività può essere inibita
incubando i campioni con il Reagente di blocco della perossidasi (del Dako EnVision+ System, HRP) per 5
minuti, prima dell’aggiunta dell’anticorpo primario. Anche gli strisci di sangue e di midollo osseo e i tessuti
congelati possono essere trattati con questo reagente. In ogni caso questa procedura non elimina il pigmento
rossastro-marrone delle emoproteine. In alternativa può essere utilizzata una soluzione di perossido
d’idrogeno-metanolo, ma questa procedura denatura alcuni antigeni.
I tessuti di individui con infezione da virus dell’epatite B e che contengono l’antigene di superficie dell’epatite B
(HbsAg) possono mostrare colorazione aspecifica con la perossidasi di rafano.8
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I sieri normali/non immuni dalla stessa fonte animale come gli antisieri secondari utilizzati nelle fasi di blocco
possono dare risultati falsi negativi o falsi positivi a causa degli autoanticorpi o degli anticorpi naturali.
I reagenti forniti in questo kit devono essere diluiti in modo opportuno. Ulteriori diluizioni possono causare
perdita di rilevazione antigenica.
Eventuali problemi e
risoluzione
Fare riferimento a “Istruzioni generali per la colorazione immunoistochimica” per le limitazioni generali.
Problema
Causa probabile
Azione suggerita
1. Colorazione assente su 1a. I reagenti non stati utilizzati
1a. Rivedere l’applicazione dei reagenti.
tutti i vetrini
nell’ordine corretto.
1b. Presenza di azide sodica nel 1b. Utilizzare un tampone senza azide sodica
bagno tamponato.
preparato al momento.
2. Colorazione debole di
2a. Le sezioni hanno trattenuto
2a. Eliminare delicatamente la soluzione in
tutti i vetrini
troppa soluzione dopo il
eccesso, prima di asciugare intorno alla
bagno di lavaggio.
sezione.
2b. I vetrini non sono stati incubati 2b. Rivedere i tempi di incubazione
il tempo necessario con gli
raccomandati.
anticorpi o il substrato.
3. Background eccessivo
3a. I campioni contengono
3a. Utilizzare un tempo di incubazione più
su tutti i vetrini
un’elevata attività della
lungo con il reagente di blocco della
perossidasi endogena.
perossidasi.
3b. La paraffina non è stata
3b. Utilizzare nuovi bagni di xilene o toluene.
rimossa completamente.
Se si colorano contemporaneamente
diversi vetrini, il secondo bagno di xilene
deve contenere xilene fresco.
3c. I vetrini non sono stati
3c. Utilizzare soluzioni fresche in bagni di
sciacquati a sufficienza.
lavaggio e flaconi di lavaggio. Utilizzare
TBST come tampone di lavaggio
(codice S3306).
3d. La reazione del substrato è
3d. Utilizzare tempi di incubazione più brevi
stata più veloce del normale a
con la soluzione substrato-cromogeno
causa dell’eccessiva
temperatura, ad esempio.
3e. Le sezioni si sono essiccate
3e. Utilizzare una camera umida. Asciugare
durante la procedura di
solo 3 dei 4 vetrini alla volta, prima di
colorazione.
applicare il reagente.
3f. Si è verificato un legame
3f. Applicare una soluzione di blocco che
aspecifico dei reagenti alle
contiene proteine.
sezioni di tessuto
3g. L’anticorpo era troppo
3g. Utilizzare la diluizione più alta
concentrato.
dell’anticorpo primario.
NOTA: se il problema non può essere attribuito ad alcuna delle cause citate o se l’azione correttiva suggerita
non risolve il problema, contattare il Servizio tecnico della Dako per ulteriore assistenza.
Ulteriori informazioni sulle tecniche di colorazione e sulla preparazione dei campioni possono essere trovate su
Handbook -Immunochemical Staining Methods9 (disponibile presso Dako), Atlas of Immunohistology10 e
Immunoperoxidase Techniques, A Practical Approach to Tumor Diagnosis.11
Riferimenti
bibliografici
(127917-001)
1. Department of Health, Education and Welfare, National Institute for Occupational Safety and Health,
Rockville, MD. “Procedures for the decontamination of plumbing systems containing copper and/or lead
azides.” DHHS (NIOSH) Publ. No. 78–127, Current 13. August 16, 1976
2. Center for Disease Control Manual Guide - Safety Management, No. CDC-22, Atlanta, Georgia. April 30,
1976. Decontamination of laboratory sink drains to remove azide salts.
3. Elias JM, et al. Special report: Quality control in immunohistochemistry. J Clin Pathol 1989;92:836-8.
4. National Committee for Clinical Laboratory Standards. Internal quality control testing: principles and
definitions; approved guideline. Villanova, PA 1991; Order code C24-A:4
5. Herman GE and Elfont EA. The taming of immunohistochemistry: The new era of quality control. Biotech
& Histochem 1991; 66:194
6. Escribano LM, et al. Endogenous peroxidase activity in human cutaneous and adenoidal mast cells.
J Histochem Cytochem 1987; 35:213
7. Elias JM. Immunohistopathology: A practical approach to diagnosis. Chicago: Amer Soc of Clin Pathol
Press 1990; 46
8. Omata M, et al. Nonimmunologic binding of horseradish peroxidase to hepatitis B surface antigen: A possible
source of error in immunohistochemistry. J Clin Pathol 1980;73:626–8.
9. Naish SJ (ed). Handbook–immunochemical staining methods. Carpinteria: Dako1989
10. Tubbs RR, et al. Atlas of immunohistology. Chicago: Amer Soc Clin Pathol Press 1986
11. Nadji M and Morales AR. Immunoperoxidase techniques, a practical approach to tumor diagnosis. Chicago:
Amer Soc Clin Pathol Press 1986
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Additional references
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Heras A, et al. Enhanced labelled-polymer system for immunohistochemistry. XVth Eur Cong Pathol.
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Bisgaard K and Pluzek K-P. Use of polymer conjugates in immunohistochemistry: A comparative study
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Pileri SA, et al. EnVision Plus: A new powerful tool for diagnosis and research. Symposium. XXI Intl Cong Intl
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Bisgaard K. EnVision Plus–Introduction to a new technology. Abstract. DAKO Symposium. XXI Intl Cong Intl
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